Цитологічна стабільність пшеничних амфідиплоїдів і сортів пшениці в мейозі І

Viktoriia Plyhun; Tetiana Iefimenko; Maksym Antonyuk; Tamara Ternovska

doi:10.18523/2617-4529.2020.3.3-13

DOI: https://doi.org/10.18523/2617-4529.2020.3.3-13

Цитологічна стабільність пшеничних амфідиплоїдів і сортів пшениці в мейозі І

Viktoriia Plyhun, Tetiana Iefimenko, Maksym Antonyuk, Tamara Ternovska

Анотація

Інтрогресія генів, що контролюють корисні ознаки, до генофонду пшениці м’якої не втрачає своєї актуальності. Звичайним мостом для перенесення чужинних генів є пшеничні амфідиплоїди. Однією з умов успішного використання амфідиплоїдів як джерела чужинних генів є їхня цитологічна стабільність та фертильність. Цитологічну стабільність пшеничних геномно-заміщених амфідиплоїдів Авротіка та Авроале визначили через характеристику подій мейозу на різних його стадіях шляхом вивчення цитологічних препаратів. Амфідиплоїди характеризувались відхиленнями від бівалентної кон’югації хромосом з появою мультивалентних хромосомних асоціацій і унівалентів у метафазі І. У анафазі спостерігали мости. Уніваленти і фрагменти, утворені після розриву мостів, спричиняли появу мікроядер у тетрадах. Мейотичний індекс, розрахований на підставі кількісної характеристики зразків амфідиплоїдів за появою мікроядер і поліад, виявився однаковим для Авротіки та Авроале і перебував у межах 64–69 %. Кон’югація хромосом сортів пшениці м’якої, вивчених для порівняння, була бівалентною з абсолютною перевагою закритих бівалентів у метафазних пластинках. Процес гаметогенезу в амфідиплоїдів супроводжується іноді появою третього генеративного ядра в чоловічому гаметофіті. Отримані характеристики мейозу пояснюють зниження насіннєвої фертильності Авротіки та особливо Авроале в порівнянні з сортами пшениці м’якої.

Матеріал надійшов 13.04.2020

Ключові слова

пшениця м’яка; геномно-заміщені амфідиплоїди; мікроспорогенез; мікрогаметогенез; макроспорогенез

Повний текст:

PDF

Посилання

Mochida K, Tsujimoto H, Sasakuma T. Confocal analysis of chromosome behavior in wheat×maize zygotes. Genome. 2004;47:199–205. DOI: 10.1139/g03-123

Tonosaki K, Osabe K, Kawanabe T, Fujimoto R. The importance of reproductive barriers and the effect of allopolyploidization on crop breeding. Breed Sci. 2016;66(3):333–349. DOI: 10.1270/jsbbs.15114

Zhang J, Feng C, Su H, Liu Y, Liu Y, Han F. The cohesin complex subunit ZmSMC participates in meiotic centromere pairing in maize. The plant cell. 2020. DOI: 10.1105/tpc.19.00834

Lambing C, Tock JA, Topp DS, Choi K, Kuo CP, Zhao X, et al. Interacting genomic landscapes of REC8-cohesin, chromatin and meiotic recombination in Arabidopsis thaliana. The plant cell. 2020. DOI: 10.1105/tpc.19.00866

Ishiguro K, Watanabe Y. Chromosome cohesion in mitosis and meiosis. Journal of cell science. 2007;120:367–9. DOI: 10.1242/jcs.03324

Kwiatek TM, Majka J, Majka M, Belter J. Adaptation of the pivotal-differential genome pattern for the induction of intergenomic chromosome recombination in hybrids of synthetic amphidiploids within Triticeae Tribe. Front. Plant Sci. 2017. DOI: 10.3389/fpls.2017.01300

Tiwari KV, Rawat N, Neelam K, Kumar S, Randhawa SG, and Dhaliwal SH. Random chromosome elimination in synthetic Triticum–Aegilops amphiploids leads to development of a stable partial amphiploid with high grain micro- and macronutrient content and powdery mildew resistance. Genome. 2010. DOI: 10.1139/G10-083

Zhirov EG. Wheat genomes: research and rearrangement [dissertation]. Krasnodar, Russia; Lukianenko Krasnodar Research Institute of Agriculture; 1989. 389 p.

Colas I. A study of the mechanisms of meiosis in wheat [dissertation]. University of East Anglia Norwich Research Park, Colney Lane, Norwich NR4 7UH; 2008. 189 p.

Siddiqui NU, Stronghill PE, Dengler RE, Hasenkampf CA, Riggs CD. Mutations in Arabidopsis condensin genes disrupt embryogenesis, meristem organization and segregation of homologous chromosomes during meiosis. Development. 2003; 1304(1):3283–95. DOI: 10.1242/dev.00542

Ma H. A Molecular Portrait of Arabidopsis Meiosis. Arabidopsis Book. 2006 Jun 6;4:e0095. DOI: 10.1199/tab.0095

Che L, Tang D, Wang K, Wang M, Zhu K, Yu H, et al. OsAM1 is required for leptotene-zygotene transition in rice. Cell Res. 2011 Jan 11;21(4):654–65. DOI: 10.1038/cr.2011.7

Mercier R, Vezon D, Bullier E, Juan C. Motamayor, Aurélie Sellier, et al. SWITCH1 (SWI1): a novel protein required for the establishment of sister chromatid cohesion and for bivalent formation at meiosis. Genes Dev. 2001 Jul 15;15(14):1859–71. DOI: 10.1101/gad.203201

Mercier R, Armstrong SJ, Horlow C, Jackson NP, Makaroff CA, Vezon D, et al. The meiotic protein SWI1 is required for axial element formation and recombination initiation in Arabidopsis. Development. 2003 Jul;130(14):3309–18. DOI: 10.1242/dev.00550

Pawlowski WP, Chung-Ju RW, Golubovskaya IN, Szymaniak JM, Liang S, Hamant O, et al. Maize AMEIOTIC1 is essential for multiple early meiotic processes and likely required for the initiation of meiosis. Proc Natl Acad Sci USA. 2009 Feb 9;106(9):3603–8. DOI: 10.1073/pnas.0810115106

Kihara H. Wheat studies. Retrospect and prospects. Tokyo: Kodansha LTD, Amsterdam-Oxford-New York; 1982. 308 p.

Seifert F, Bössow S, Kumlehn J, Gnad H, Scholten S. Analysis of wheat microspore embryogenesis induction by transcriptome and small RNA sequencing using the highly responsive cultivar “Svilena”. BMC Plant Biol. 2016 Apr 21;16:97. DOI: 10.1186/s12870-016-0782-8

Cai X and Xu SS. Meiosis-Driven Genome Variation in Plants. Curr Genomics. 2007 May;8(3):151–161. DOI: 10.2174/138920207780833847

Grando MF, Moraes-Fernandes MI. Two point deterministic model for acquisition of in vitro pollen grain androgenetic capacity based on wheat studies. Brazilian Journal of Genetics. 1997 Sept.;1678–4502. DOI: 10.1590/s0100-84551997000300018

Feldman M, Levy AA, Fahima T, Korol A. Genomic asymmetry in allopolyploid plants: wheat as a model. J Exp Bot. 2012;14:5045–59. DOI: 10.1093/jxb/ers192

Xie Q, Kang H, Sparkes DL, Tao S, Fan XM, Xu L, et al. Mitotic and meiotic behavior of rye chromosomes in wheat – Psathyrostachys huashanica amphiploid x triticale progeny. Genetics and molecular research. 2013;12(3):2537–48. DOI: 10.4238/2013.january.4.16

Greer E, Martín AC, Pendle A, Colas I, Jones AME, Moore G, et al. The Ph1 Locus Suppresses Cdk2-Type Activity during Premeiosis and Meiosis in Wheat. The Plant Cell. 2012 Jan. DOI: 10.1105/tpc.111.094771

Zhao N, Zhu B, Li MJ, Wang L, Xu LY, Zhang H, et al. Extensive and heritable epigenetic remodeling and genetic stability accompany allohexaploidization of wheat. Genetics. 2011;188:499–509. DOI: 10.1534/genetics.111.127688

An H, Hu M, Li P, Geng G, Zhang Q, Zhang S. Chromosomal behavior during meiosis in the progeny of Triticum timopheevii × hexaploid wild oat. PLoS ONE. 2015 May;10(5):e0126398. DOI: 10.1371/journal.pone.0126398

Love RM. Varietal differences in meiotic chromosomes behavior of Brazilian wheats. Agron. J. 1951;43:72–6.

Tanaka I. Differentiation of generative and vegetative cells in angiosperm pollen. Sex Plant Reprod. 1997;10:1–7.

Win KT, Kubo T, Miyazaki Y, Doi K, Yamagata Y, Yoshimura A. Identification of two loci causing F1 pollen sterility in inter- and intraspecific crosses of rice. Breeding Science. 2009;59:411–8. DOI: 10.1270/jsbbs.59.411

Wang C-J, Dai S-F, Zhang L-Q, Zheng Y-L. Formation of unreduced gametes is impeded by homologous chromosome pairing in tetraploid Triticum turgidum × Aegilops tauschii hybrids. Euphytica. 2010 Oct;175(3):323–9. DOI: 10.1007/s10681-010-0173-4